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UNIVERSIDAD DE COSTA RICA

ESCUELA DE AGRONOMÍA

FACULTAD DE CIENCIAS AGROALIMENTARIAS

REGULADORES DE CRECIMIENTO VEGETAL (AF-5408)

escudo_ucr21

ESTUDIANTE:

CARLOS CORRALES ALFARO

CARNE:

A72062

PROFESORES:

Dr. FRANCISCO SABORIO POZUELO

Dr. ARTURO BRENES

Dr. LUIS GÓMEZ

M.Sc. HEIDY CHAVARRÍA

II-2011





LOS AZÚCARES
Introducción
Las plantas, limitadas por su ambiente, necesitan integrar una gran variedad de estímulos con su actividad metabólica, crecimiento y desarrollo. Los azúcares generados por la fotosíntesis de la fijación de carbono, son centrales en la coordinación de los flujos metabólicos en respuesta a los cambios del ambiente y en el suministro de células y tejidos con la energía necesaria para la continuación del crecimiento y supervivencia.

Una compleja red de vías metabólicas y de señalización hormonal están íntimamente ligados a las diversas respuestas del azúcar. Una combinación de análisis genéticos, celulares y sistemas han descubierto a nivel nuclear HXK1 (hexokinase1) como un sensor pivote y conservador de la glucosa que media directamente en la regulación de la transcripción, mientras que la proteína kinasa KIN10/11es un sensor de la energía que funciona como un regulador maestro de las redes de transcripción del azúcar y las condiciones de privación de la energía. (Ramon et al. 2008)

Según Francis y Halford (2006), las Hexoquinasas (HXK) tienen una función metabólica en catalizar la conversión de glucosa en glucosa- 6-fosfato (la primera etapa de la glucólisis), pero también puede tener un papel en la detección y señalización los niveles de glucosa. Se ha implicado en el control de retroalimentación de la expresión génica de la fotosíntesis.

La participación de las señales del disacárido en la regulación de procesos celulares específicos y el papel potencial de los receptores de superficie celular en la mediación de las señales de azúcar son complejos.

Desde su aparición, las plantas han desempeñado un papel crucial en la evolución de la vida en la tierra a través de la producción de energía rica en moléculas de azúcar y oxígeno por la fijación en la fotosíntesis del carbono. Los azúcares son la principal fuente de carbono y de energía para la construcción y combustible de las células y tempranamente en la evolución también adquirió funciones importantes de regulación en el control del metabolismo, resistencia al estrés, crecimiento y desarrollo.

Para los microorganismos de vida libre, la disponibilidad de nutrientes ha sido el mayor factor en el control del crecimiento en un cambio constante del ambiente, mientras que los organismos multicelulares necesitan mantener los nutrientes y la energía dentro de la homeostasis de las células y tejidos.

Los azúcares pueden complementar e interactuar con una variedad de hormonas y factores de crecimiento en el señalamiento de mecanismos que modulan el metabolismo y el crecimiento en sistemas complejos.

En las plantas productoras de azúcar y sésiles, el monitoreo del azúcar y el estado de la energía es particularmente crítico, lo que permite la integración de las señales del metabolismo, ambiente y el desarrollo necesarios para su plasticidad fisiológica y de desarrollo.

A diferencia de las hormonas y factores de crecimiento, los azúcares están presentes en el rango milimolar y participan activamente en el metabolismo, por lo que la investigación de su doble función en el metabolismo y la señalización ha sido difícil. Sin embargo, en los últimos años, el rol fundamental de los azúcares en el crecimiento y desarrollo de la planta y los actores clave en la red de señalización del azúcar se han descubierto utilizando Arabidopsis como el modelo de sistema principal. (Ramon et al. 2008)

Péptidos pequeños, hidroxiprolina, betaina y otros aminoácidos derivados tienen que ser extensivamente estudiados por su efecto de inducir respuestas de defensa de la planta, lo que aumenta la tolerancia de la planta a una variedad de estreses abióticos (UV, sequía, salinidad, congelación y alta temperatura). Éstos compuestos activan genes de respuesta responsables de la protección y la reparación de daños causados por agentes estresantes. (Apone et al. 2009)

Según Jiang-Ping et al. (2010), los tipos y concentraciones de los azúcares tienen efectos diferentes sobre la inducción de callos y regeneración de plantas a partir de embriones maduros.


Generación de señales de azúcar
Durante el día, los tejidos fotosintéticos convierten el CO2 y el agua (H2O) en carbohidratos y oxígeno, utilizando la luz solar como fuente de energía. Los hidratos de carbono generados en los cloroplastos luego se exportan al citosol, principalmente como triosa-fosfatos en el que se pueden convertir en hexosa-fosfatos o sacarosa para uso local o el almacenamiento en la vacuola. Además, la sacarosa es transportada a los tejidos no fotosintéticos. Allí, la sacarosa es tomada y convertida en diferentes hexosas por invertasas y sintasas de sacarosa o almacenados en las vacuolas y en amiloplastos como almidón por largos periodos de almacenamiento. Para asegurar un suministro continuo de azúcar, los cloroplastos también almacenan el exceso de la fotosíntesis en forma de almidón transitorio durante el día para ser removilizado y exportado como maltosa y glucosa durante la noche siguiente. Por lo tanto, una variedad de azúcares son producidas por el metabolismo de la planta en diferentes momentos y lugares. A fin de coordinar todos estos procesos y responder apropiadamente a los cambios del medio ambiente (que afectan el metabolismo energético) y la alteración del metabolismo y la demanda de energía durante el desarrollo, las plantas han desarrollado una serie de mecanismos para detectar específicamente diversas ´´señales de azúcar´´. Una comunicación eficiente entre las actividades en diferentes órganos, tejidos y compartimentos subcelulares es crucial para un uso óptimo de la disponibilidad de recursos para el crecimiento y desarrollo. (Ramon et al. 2008)


Regulación carbono de la relación fuente-sumidero
Las interacciones entre los tejidos fuente (productores y exportadores de azúcar, hojas de roseta, por ejemplo) y los tejidos sumidero (importadores de azúcares, raíces, por ejemplo) son un importante mecanismo de regulación en la planta. La inhibición por retroalimentación de la asimilación fotosintética del carbono como resultado de una disminución por demanda del sumidero o por limitación de N, tiene que ser investigado extensivamente y con diferentes enfoques experimentales para establecer el rol central de los azúcares en la expresión de la fotosíntesis. Las invertasas convierten la sacarosa en glucosa y fructosa y son los actores principales en la regulación de la asimilación del carbono y de las diferentes formas en distintos compartimentos subcelulares son controlados de forma distinta por señales de azúcar.

El estrés y las hormonas juegan un papel importante en la interacción de los cambios sutiles fuente-sumidero. Por ejemplo, la expresión de la invertasa puede ser inducida por la reacción microbiana y la estimulación del crecimiento por las hormonas citoquinina y brasinoesteroides. En contraste, el etileno reprime la expresión de la invertasa extracelular.

Cuando los asimilados son generados en exceso por demanda del sumidero por altas tasas de fotosíntesis, la acumulación de azúcar en las hojas tiene efectos directos sobre la actividad de la ADP-glucosa pirofosforilsa (AGP), el primer paso comprometido en la síntesis de almidón y de otras enzimas de respuesta a los carbohidratos de la sacarosa y el metabolismo del almidón. Por ejemplo, la sacarosa puede inducir AGP en la expresión de los genes de la subunidad grande (APL3) y dependiente de la actividad redox de AGP en las hojas de roseta de Arabidopsis. Durante la noche, la reducción del contenido de sacarosa en la hoja, puede provocar la degradación de almidón. (Ramon et al. 2008)



Figura 1. Síntesis del azúcar y sensibilidad de energía y modelo de señalización en Arabidopsis
Azúcares y conexiones con hormonas
Los azúcares modulan muchos procesos vitales que también son controlados por las hormonas durante el crecimiento y desarrollo de la planta. Los recientes análisis moleculares, han revelado directamente, el control extensivo de la glucosa de la biosíntesis del ácido abscísico y los genes de señalamiento que provoca parcialmente el etileno durante la señalización en el desarrollo de plántulas bajo la luz.

La glucosa y el ácido abscísico promueven el crecimiento a bajas concentraciones pero actúan de forma sinérgica para inhibir el crecimiento a altas concentraciones. Los efectos del azúcar y del estrés osmótico en la morfogénesis y en la expresión de genes son distintos.

Basados en las diferentes respuestas que diversos genes exhiben a los azúcares en particular o la fosforilización de las actividades del azúcar, la existencia de múltiples vías de transducción se han propuesto. En la actualidad no está claro si éstas rutas de señalamiento están interconectadas o si esa función es específica en determinados tipos de células o en etapas específicas de desarrollo.



Figura 2. Mutantes (gin) insensibles a la glucosa en Arabidopsis
En adición a las respuestas alteradas del azúcar, estos mutantes muestran fenotipos basados en ABA o mutantes de la biosíntesis del etileno y en ABA o mutantes del señalamiento de etileno.



Figura 3. Retraso del crecimiento de mutantes gin en Arabidopsis
Por ejemplo, el pequeño de hojas color verde oscuro de los mutantes gin1, es parecido constitutivamente al mutante activo del etileno ctr1, sugirió la aplicación de un precursor de etileno 1-aminociclopropano-1-carboxilato (ACC) a plantas del tipo salvaje en presencia de un exceso de glucosa exógena. Este experimento demostró que la dependencia de la glucosa podría superar el desarrollo detenido por el etileno.

A pesar de que el etileno generalmente se conoce como la hormona del estrés que inhibe el crecimiento, este estudio revela un papel promotor del crecimiento de etileno en Arabidopsis. Curiosamente, el mutante ctr1 produce mucho más hojas que plantas del tipo silvestre, incluso en ausencia de glucosa exógena. También se encontró que en los mutantes gin1 y gin5 insensibles al azúcar se redujo la dormancia de la semilla y que los fenotipos salvajes son característicos de los mutantes deficientes del ABA. (Leon y Sheen, 2003)

Según León y Sheen (2003), durante el crecimiento y desarrollo de la planta los azúcares modulan procesos fisiológicos como la germinación de las semillas, desarrollo de plántulas, diferenciación de hojas y raíces, transición floral, maduración del fruto, embriogénesis, senescencia, y la respuesta a la luz, estrés y patógenos.
Efecto de los azúcares en Niger (Guizotia abyssinica) en la embriogénesis y la regeneración de plantas en el cultivo de anteras
El Niger (Guizotia abyssinica), es una planta perteneciente a la familia Asteraceae que produce semillas de donde se obtiene aceite. Se cultiva ampliamente en el Subcontinente Indio y en los países de África Oriental. Las semillas contienen del 30-40% de aceite, el cual es de color amarillo y comestible. La naturaleza de autoincompatibilidad del Niger complica el desarrollo de la producción de líneas puras y el mantenimiento.

Un método alternativo para la producción de la línea homocigota es por inducción de haploides por cultivo de anteras y posterior inducción de haploides dobles.

Para la inducción de embriones y regeneración de plantas se utilizó un medio B5 suplementado con 10 µM 2,4 ácido diclorofenociacético (2,4-D), 2 µM kinetina (KIN), con concentraciones 0,05 a 0,5 y diferentes azúcares (sacarosa, maltosa, glucosa y fructosa). Para la inducción de embriones 60 anteras fueron cultivadas en cada tratamiento.

Los callos embriogénicos se subcultivaron en el medio B5 suplementado con 0,5 µM BA y 0,09 M de sacarosa, para la diferenciación del embrión. Los embriones cotiledonales se cultivaron en un medio B5 que contiene 10 µM ABA y 0,09 M de sacarosa, para la maduración del embrión. Luego los embriones maduros se cultivaron en un medio B5 que contiene 0,09 M de sacarosa.

Las plántulas bien desarrolladas, fueron trasplantadas a vasos de plástico que contienen una mezcla de vermiculita, arena y jardín en una proporción 1:1:1.

El número de anteras embriogénicas, embriones y las plántulas producidas en cada tratamiento fueron contados y los resultados se expresaron como porcentaje de la embriogénesis de anteras, embriones y plantas por tratamiento.

Cuadro 1. Efecto de diferentes azúcares en la androgénesis de Niger (Guizotia abyssinica)



El número de embriones por tratamiento y el porcentaje de regeneración de plántulas es mayor en el tratamiento que contiene sacarosa en una concentración de 0,2 M si se compara con los otros tipos de azúcar. (Hema y Murthty, 2007)
Cultivo in vitro de Gerbera (Gerbera jamesonii H. Bolus) y su aclimatización en invernadero
La investigación se desarrolló en el laboratorio de Cultivo de Tejidos Vegetales de la Especialidad de Fruticultura y en un invernadero de las instalaciones del Colegio de Postgraduados en Montecillo, Estado de México.

El medio de cultivo utilizado fue el de Murashige y Skoog (MS), suplementado con sacarosa (30 g L-1) y NaH2PO4.H2O para evitar la formación de callo, y 80 mg L-1de Sulfato de Adenina; el pH se ajustó a 5, 7 ± 0,1 usando NaOH y HCl.

El estudio se dividió en tres fases experimentales:
Fase de inducción de brotes:

Se desectaron brotes sin hojas visibles (2 cm) y fueron establecidas en tubos de ensayo que contenían 10 mL del medio de cultivo, además BA o cinetina (2,2; 4,4 y 8,8 µM) o tidiazuron (TDZ) (0,45; 1,1; 2,2; 4,4 y 8,8 µM).

Se utilizó diseño experimental al azar, con diez repeticiones y se evaluó a la quinta semana inicio de formación de brotes, número de hojas por explante y número de hojas por brote.
Fase de enraizamiento in vitro

Se utilizaron brotes de cinco variedades de Gerbera, 2 cm de longitud con tres hojas como mínimo. El medio utilizado fue MS al 50 % adicionando 0,3 mg L-1 de AIA, dos concentraciones de sacarosa (2 y 4 %, p/v), 6,0 g L-1 de agar ajustando el pH a 5,7 ± 0,1 con NaOH y HCl.

Se utilizó diseño experimental al azar, con seis repeticiones. En esta prueba no se incluyeron los provenientes de los tratamientos con 8,8 µM (presentaron deformación en brotes y hojas. Las variables evaluadas fueron: inicio de formación de raíz (días), número de raíces y longitud de la raíz (cm).

Concluida la fase de enraizamiento, se procedió a trasplantar las plantitas en bandejas de 120 cavidades de 2 cm2.
Fase de aclimatación de las plantas

Se evaluaron dos sustratos: Sunshine Growing-Mix 3 marca Sun Gro (mezcla comercial) y una mezcla de laboratorio, así como el efecto de los cuatro mejores tratamientos de inducción de brotes combinados con 20 y 40 g L-1 de sacarosa durante el enraizamiento de los brotes.

Al final de las 5 semanas, se evaluó el número de plantas sobrevivientes y se trasplantaron a bolsas de polietileno que contenían los sustratos antes referidos, se colocaron en invernadero por un periodo de 2 meses. Se evaluaron cada quince días variables como: número de hojas por planta, área foliar, peso fresco y peso seco.
Cuadro 2. Respuesta organogénica en la fase de inducción de brotes de Gerbera jamesonii con varios reguladores de crecimiento



La aparición de brotes ocurrió entre el primer y tercer día, primeramente se inició en el tratamiento TDZ a los 0,8 días mientras que con BA la formación de brotes fue más tarde. El número de hojas fue mayor en los tratamientos con BA (9,8-11,2) y cinetina (7,9-8,8) y considerablemente menor en los tratamientos que contenían TDZ. Se observó que el mayor número de brotes se logró utilizando 8,8 µM de BA (5,4 brotes/explante).

Los brotes tratados con cinetina mostraron un buen aspecto y tamaño, caracterizándose por presentar hojas grandes y brillantes con tallos firmes y vigorosos, a diferencia de demás tratamientos (crecimiento y desarrollo menor). Los tratamientos con TDZ indujeron producción de callo y deformación de brotes, fueron descartados.
Cuadro 3. Respuesta organogénica durante el enraizamiento in vitro promedio de Gerbera jamesonii con dos concentraciones de sacarosa.



El incremento en la concentración de sacarosa mejoró ligeramente el enraizamiento, obteniéndose la mayor longitud de raíces (0,47 cm) con 40 g L-1. Esto permitió mayores oportunidades de sobrevivencia y aclimatación a las plantas con éstas características. Sin embargo, la formación de raíces en el medio 40 g L-1 inicia más tarde.
Cuadro 4. Efecto residual de los tratamientos en la sobrevivencia, crecimiento y desarrollo de Gerbera jamesonii en invernadero.



Los tratamientos con cinetina dieron mejores resultados de sobrevivencia (86,7-92,5%) en comparación con los de BA, especialmente en las provenientes de 2,2 µM. Esto indica que la calidad de las plantas producidas in vitro repercutió en su capacidad de aclimatación. Las plantas que generaron el mayor número de hojas (5,1) fueron las provenientes del tratamiento con cinetina 2,2 µM, sin embargo, a mayor concentración de la hormona (4,4 µM) se generó menor número de hojas (3,9 y 4,5). Las plantas que recibieron cinetina un área foliar ligeramente superior y aquellas con BA 2,2 µM y 40 g L-1 de sacarosa un peso fresco muy alto.

Durante el preacondicionamiento, con la alta concentración de sacarosa se incrementa la cantidad de carbohidratos almacenados en los brotes y aumenta la energía disponible para plántulas formadas in vitro que actúan como órganos de reserva de carbohidratos que servirán para desarrollar hojas más eficientemente fotosintéticas. (Olivera et al. 2000)
Bibliografía
Apone, Fabio; Tito, Analissa; Carola, Antonietta; Arciello, Stefania; Tortora, Assunta; Filippini, Lucio; Cucchiara, Mirna; Gibertoni, Simone; Chrispeels, Maarten; Colucci, Gabriella. 2009. A mixture of peptides and sugars derived from plant cell walls increases plant defense responses to stress and attenuates ageing-associated molecular changes in cultured skin cells. Journal of Biotechnology. 145 (2010). 367 pp.

Francis, Dennis; Halford, Nigel. 2006. Nutrient sensing in plant meristems. Plant Molecular Biology. 60 (2006). 1 pp.

Hema, B.; Murthy, H. 2007.The effect of sugars on niger embryogenesis and plant regeneration in anther culture. Biología Plantarum 51 (4). 773-775 pp.
Jiang-ping; Wang, Xin-guo; Yin, Jun. 2010. Dicamba and Sugar Effects on Callus Induction and Plant Regeneration from Mature Embryo Culture of Wheat. Science Direct 9 (1) 31, 32 pp.
Leon, Patricia; Sheen, Jen. 2003. Sugar and hormone connections. Trends in Plant Science 8 (3). 110, 111 pp.
Matthew, Ramón; Filip, Rilland; Jen, Sheen. 2008. Sugar sensing and signaling. Molecular Biology Department. Massachusetts. The Arabidopsis Book. 1-3 pp.

Olivera, Victoria; Gutiérrez, María; Gutiérrez, Jorge; Rodríguez, María. 2000. Cultivo in vitro de Gerbera (Gerbera jamesonii H. Bolus) y su aclimatización en invernadero. Bioagro 12 (3). 1-5 pp.

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